sábado, 24 de noviembre de 2012

3.5.2.3 CRYOCONSERVACIÓN DEL GERMOPLASMA



La crioconservación de plantas es un proceso consistente en la preparación, mantenimiento y preservación a largo plazo de un material vegetal, en unas condiciones de temperatura ultra bajas de –196 ºC, obtenidas mediante nitrógeno líquido (NL). Este método de conservación de material vegetal presenta una serie de ventajas frente a otros sistemas de preservación de recursos filogenéticos: es un método rápido, sencillo, no altera la estabilidad genética del material y reduce sustancialmente el esfuerzo y los costes que representan el mantenimiento de colecciones de germoplasma vegetal in vivo o in vitro, al eliminar casi por completo la mano de obra y evitar los riesgos fitopatológicos y fisiológicos que habitualmente aparecen en el mantenimiento de los bancos de germoplasma vegetales. Hay que señalar el importante ahorro de espacio que supone mantener una colección de especies hortícolas o leñosas en pocos metros cuadrados en vez de en plantaciones de cientos o miles de metros cuadrados.

El elemento fundamental de la crioconservación es el NL que se almacena y mantiene en tanques especiales herméticos que permiten que se mantenga en estado líquido y se evapore muy lentamente, manteniendo una temperatura de –196 ºC. El NL es incoloro, inodoro y no combustible y está a una temperatura de –196 ºC a presión atmosférica, por lo que el contacto con los tejidos provoca el congelamiento del área. Es de fácil manejo pero, teniendo en cuenta que desplaza el oxígeno del aire, hay que tener cuidado al manipularlo, lo que se debe hacer en lugares bien ventilados.

Existen dos métodos de conge-lación. Podemos hablar de un método de congelación lento, y un método de congelación rápido.

o   El método de congelación lento, también llamado método convencional de precongelamiento [Sakai y cols., 1991, Plant Physiology 137: 465-470], consiste en someter el material a un descenso gradual de temperatura desde –10 ºC hasta –30 ºC ó –40 ºC antes de introducir el material en el NL. Esto puede realizarse bajando la temperatura a saltos térmicos relativamente amplios (5 ºC/5 min), o bien a saltos térmicos muy pequeños (0,5 ºC/5 min), siendo este último sistema mucho más lento y dando lugar a una bajada de temperatura aparentemente continua.
o   En el método de congelación rápido o simple, el material vegetal se congela inicialmente a –40 ºC, para pasarlo posteriormente al NL.

Para evitar los daños celulares se recurre generalmente al uso de crioprotectores. Los crioprotectores son sustancias de diferente composición (DMSO, glicerol o etilenglicol) que van a embeber y cubrir el material a conservar, protegiéndolo, al facilitar el paso de agua a través de la célula. Es decir, van a estimular la deshidratación celular antes de la congelación intracelular. Entran en la célula retrasando el proceso de congelación celular, disminuyendo los efectos osmóticos negativos de los solutos intracelulares. En los procedimientos en que se utilizan crioprotectores, el material se somete frecuentemente a pretratamientos como son la encapsulación-desecación o la vitrificación. El método de encapsulación-desecación fue desarrollado por primera vez por Fabre y cols. [1991, Cryoletters 11: 413-426] para ápices de Solanum plureja y consiste básicamente en envolver el material en una cuenta de alginato y, posteriormente, someterlo a desecación, como por ejemplo, usando gel de sílice, antes de introducirlo en el NL. En el método de vitrificación [Sakai y cols., 1990, Cryobiology 27: 657; Sakai y cols., 1991, Plant Physiology 137: 465-470; Sakai y cols., 1991, Plant Science 74: 243-248] se utilizan combinaciones de agentes protectores, como DMSO, glicerol y etilenglicol, a diferentes concentraciones para proteger el material, ya que las combinaciones de agentes protectores son más eficaces que la utilización de cualquier agente en solitario. Una de las mezclas más utilizadas es: DMSO al 1 %, etilenglicol al 1 %, y glicerol al 30 %, o bien, DMSO al 5 o 10%, glicerol al 5 o 10 % y sacarosa.

Bibliografia
  • http://www.encuentros.uma.es/encuentros98/crioconservacion.htm

3.5.2.2 SUPRESIÓN DEL CRECIMIENTO



Como se discutió antes, siempre existe un riesgo, mayor o menos, de inestabilidad citogenética cuando se conserva el germoplasma mediante el cultivo de tejidos in vitro a largo plazo. Este riesgo se puede minimizar utilizando tejidos organizados (meristemos, yemas y cultivos derivados) y reduciendo la tasa de crecimiento mediante la temperatura baja. Con forme se reduce la temperatura de un tejido, el metabolismo celular disminuye hasta llegar a un estado de suspensión animada cuando la temperatura alcanza niveles inferiores a -150 °C; a esta temperatura, los procesos biológicos han cesado y las posibles causas de inestabilidad se habrán, por tanto, minimizado o eliminado.

Bibliografia
  1. http://webapp.ciat.cgiar.org/biotechnology/cultivo_tejidos/capitulo31.pdf

3.5.2.1 FACTORES QUE LIMITAN EL CRECIMIENTO


Hay dos sistemas básicos de conservación del germoplasma in vitro, uno mediante la limitación del crecimiento hasta tasas mínimas, y otro mediante la supresión total del crecimiento y del metabolismo celular.

Limitación del crecimiento

El método consiste en mantener los cultivos (yemas, plántulas derivadas de nudos o directamente de meristemos) en condiciones físicas (factores ambientales) o químicas (composición del medio de cultivo) que permitan extender al máximo el intervalo de trasferencia a los medios frescos, sin que ello afecte la viabilidad de los cultivos.

La tasa de crecimiento de los cultivos in vitro puede controlarse empleando, principalmente, los siguientes factores: temperatura, nutrimentos inorgánicos y orgánicos, reguladores del crecimiento y concentración osmótica del medio.

ü  Temperatura: La mayoría de los cultivos in vitro son mantenidos a temperaturas entre 20 °C y 30 °C.
ü  Concentración de nutrimentos: La relación entre la concentración de carbohidratos y los componentes nitrogenados del medio nutritivo. La sacarosa tiene un efecto en la viabilidad de los cultivos.
ü  Concentración de los reguladores del crecimiento: Los niveles de citoquininas y de inhibidores del crecimiento, como el acido abscísico, interaccionan con la concentración de sacarosa y con la temperatura de conservación y afectan así la viabilidad de los cultivos in vitro.
ü  Concentración osmótica: La limitación del crecimiento por causa de la concentración osmótica se debe, posiblemente, a la reducción de la absorción de agua y de nutrientes del medio.

Bibliografia
  • http://webapp.ciat.cgiar.org/biotechnology/cultivo_tejidos/capitulo31.pdf

3.5.2 MÉTODOS DE CONSERVACIÓN



Los métodos de conservación de germoplasma pueden dividirse en métodos in situ y métodos ex situ.

Los primeros se basan en la conservación de las plantas en sus hábitat naturales e incluyen la conservación en parques nacionales y en reservas ecológicas, lo cual requiere de un considerable espacio físico e implica altos costos, asociados a la necesidad de mano de obra especializada, control permanente de enfermedades y malezas, a la par que las plantas están expuestas a las inclemencias del clima y de los incendios.
Por otra parte, los métodos de conservación  ex situ se basan en el mantenimiento del material biológico en bancos de semillas, bancos de cultivo  in vitro, colecciones de plantas (en campo, viveros o jardines botánicos).
En general, los bancos de semillas constituyen uno de los métodos más convenientes para la conservación de germoplasma ex situ, porque permiten almacenar una gran variabilidad genética en forma económica y práctica. Para la conservación de semillas el International Plant Genetic Resouces Institute (IPGRI) recomienda su desecación hasta un 3-7% de humedad y su almacenamiento a bajas temperaturas (-18ºC). Este protocolo de conservación es, en general, el más recomendado para la mayoría de las especies que se propagan por semillas y cuyas semillas resisten la desecación sin que ello implique pérdida de viabilidad.

A las semillas que presentan estas características se las denominan «semillas ortodoxas», como por ejemplo las semillas de arroz, trigo, avena, tabaco, tomate y lechuga. Sin embargo, en ciertos casos este método de conservación no es aplicable porque la especie se propaga, en la práctica, vegetativamente, (como la mandioca, papa, caña de azúcar, plátanos y bananos), o bien porque sus semillas pierden rápidamente la viabilidad cuando son sometidas a procesos de desecación. A estas semillas se las denominan «semillas recalcitrantes». Las semillas de numerosas especies que viven en zonas tropicales o subtropicales se incluyen en esta categoría, como por ejemplo las de coco, cacao, frutales tropicales perennes y diversas palmeras.

Otro método de conservación de germoplasma ex situ, es mediante el cultivo in vitro de tejidos.

Conservación por semillas
Conservación por cultivo in vitro

Bibliografia
  • http://webapp.ciat.cgiar.org/biotechnology/cultivo_tejidos/capitulo31.pdf 


3.5.1.4 ESTRATEGIAS



La conservación de los recursos filogenéticos mediante los métodos del cultivo in vitro se logra haciendo cambios en el ambiente de cultivo para desacelerar o suprimir totalmente el crecimiento de las células y de los tejidos; el objetivo es aumentar al máximo el periodo de trasferencia del cultivo o extenderlo indefinidamente. No obstante, debe realizarse, como se indico anteriormente, una evaluación científica cuidadosa de las ventajas y desventajas de una estrategia in vitro de la conservación de recursos genéticos para cada caso especifico.

Bibliografia
  1. http://webapp.ciat.cgiar.org/biotechnology/cultivo_tejidos/capitulo31.pdf



3.5.1.3 ESTABILIDAD GENÉTICA



La estabilidad genética de los cultivos ha sido, durante mucho tiempo, un motivo de inquietud cuando se piensa aplicar las técnicas in vitro para la conservación del germoplasma. El material recuperado de la conservación in vitro debe representar genéticamente al material utilizado. Cualquier sistema de cultivo in vitro será inaceptable si introduce un alto riesgo de inestabilidad genética o de selección entre genotipos o de ambas cosas.
La monitoria de la estabilidad genética de los cultivos in vitro de las especies cultivadas esta adquiriendo gran interés. Se han adelantado criterios morfológicos, bioquímicos y moleculares para la detección de los cambios genéticos. Se deben desarrollar, como complemento de la evaluación de la estabilidad, técnicas electroforéticas para evaluar la variabilidad de las isozimas en muestras pequeñas de tejido obtenidas de cultivos in vitro. Además, se debe probar la monitoria que se ha hecho a esa estabilidad genética mediante técnicas moleculares, para detectar la variación del polimorfismo en la longitud de los fragmentos de restricción de ADN.

Bibliografia
  • http://webapp.ciat.cgiar.org/biotechnology/cultivo_tejidos/capitulo31.pdf

3.5.1.2 VARIABILIDAD



La evaluación de la viabilidad de los cultivos in vitro se debe realizar sistemáticamente. En condiciones de crecimiento lento, en que el periodo de trasferencia se extiendo durante meses o años, la frecuencia de evaluación de los cultivos aumenta en comparación con la evaluación que haría al material conservado bajo nitrógeno líquido, por ejemplo. Las características más importantes que se evalúan en el almacenamiento de crecimiento lento de cultivos derivados del ápice de yemas son: contaminación, senescencia de la hoja (razón hojas verdes/hojas muertas), numero de brotes verdes (para micro propagación adicional), numero de nudos viables (verdes) en relación con la longitud del tallo (verde), presencia o ausencia de raíces y ocurrencia de callo.


Bibliografia
  1. http://webapp.ciat.cgiar.org/biotechnology/cultivo_tejidos/capitulo31.pdf

3.5.1.1 REGENERACIÓN



La regeneración del plantas enteras basadas en los sistemas de cultivo de células es, a menudo, el paso que limita la aplicación de técnicas de cultivo in vitro a especies vegetales que no se pueden propagar mediante meristemos preformados. A pesar de la capacidad que tienen para iniciar callo diversos tejidos y órganos de muchas especies cultivadas, la regeneración reproducible de plantas enteras sigue siendo problemática. La regeneración adventicia mediante la embriogénesis somática es muy deseable, ya que el proceso ofrece altas tasas de multiplicación y produce propágalos que poseen ejes de raíz y de yema. Los embriones somáticos pueden desarrollarse de células únicas y se pueden recuperar plantas con genotipos más estables.

Bibliografia
  • http://webapp.ciat.cgiar.org/biotechnology/cultivo_tejidos/capitulo31.pdf

3.5 CONSERVACIÓN IN VITRO

3.5.1 ASPECTOS IMPORTANTES EN LA CONSERVACIÓN IN VITRO


La conservación in vitro tiene que considerarse como parte de la estrategia general de conservación de una especie vegetal; es más bien un auxiliar valioso y un suplemento de la conservación de los recursos genéticos. Solo ocasionalmente, el almacenamiento in vitro sería la única estrategia para conservar una especie dada. Para algunos frutales tropicales como el cacao (Theobroma), la estrategia principal de conservación estaría probablemente en los bancos genéticos in vitro que se utilizan las técnicas in vitro para evaluar la variabilidad genética de la especie, y para la colección e intercambio de esta. Los cultivos de raíces y tubérculos, como papa, yuca y batata (Ipomoea), se almacenarían como semillas durante cortos periodos, de modo que, para ellos, los métodos in vitro serian complementarios para la conservación de genotipos específicos y para el traslado internacional de clones.

Bibliografia
  1. http://webapp.ciat.cgiar.org/biotechnology/cultivo_tejidos/capitulo31.pdf

3.4.4 APLICACIÓN AGRONÓMICA



Aplicaciones a corto  plazo (hasta cinco años): propagaci6n vegetativa,  obtenci6n de plantas libres  de virus, intercambio  y almacenamiento de germoplasma,  rescate de embriones, cultivo  de anteras y producci6n de haploides, variaci6n somaclonal, metabolitos secundarios, hibridaci6n somática y híbridos.

Aplicaciones a mediano plazo (cinco a 10 años): Transferencia, integraci6n y expresi6n de genes, que controlan características  simples, a cultivos  de importancia econ6mica  (ingeniería genética para caracteres monogenicos).

Aplicaciones a largo  plazo (después,  del  año 2000):  Ingeniería ,genética para caracteres multigenicos, uso de plantas  transgénicas  para  la  producción  de metabolltos  secundarlos  (como bioreactores  naturales).

Bibliografia
  • http://www.mag.go.cr/congreso_agronomico_ix/A01-1277-69a.pdf

3.4.3 FUSIÓN DE PROTOPLASTOS









Bibliografia
  1. http://www.fagro.edu.uy/~fisveg/docencia/cursos%20posgrado%20y%20optativos/curso%20de%20micropropagacion/mateoricos/Cultivo%20de%20protoplastos.pdf 


3.4.2 VARIACIÓN SOMACLONAL



La variación somaclonal se ha descrito  como la  variabilidad  genética que se produce en las  plantas derivadas de cultivo in vitro  de células somáticas (Scowcroft  y Larkin, 1982). Esta variabilidad  genética tiene  dos orígenes:

 1. la variabilidad natural ya presente  en las células somáticas antes del cultivo
 2. la  variabilidad  in vitro  inducida por los métodos  de cultivo  (Sondahl et al.,  1984; Vasil, 1990).


Las células somáticas mutadas  son eliminadas mediante la reproducción sexual y no son transmitidas a la progenie (Vasil,  1990). Sin embargo,  estas células tienen la oportunidad de dividirse  y multiplicarse cuando son colocadas in  vitro,  obteniéndose decenas de células mutadas de las cuales se pueden regenerar plantulas completas. De esta manera  puede incrementarse  la  variabilidad,  especialmente  en aquellos cultivos  cuya reproducción es  casi exclusivamente asexual. La inclusión de una presión de selección en el  medio de cultivo,  por  ejemplo toxinas, letales  pesados, antimetabolitos, herbicidas y otros,  permitiria  seleccionar efectivamente aquellas células que tienen  capacidad de crecer en estos medios adversos 0  restrictivos  y  que, posiblemente, pudieran mostrar tolerancia a los factores simulados en el medio de cultivo (Vasil, 1990). La resistencia 0 tolerancia deberá comprobarse  en el  invernadero y  finalmente en el  campo. Este procedimiento ha sido  exitoso  para aquellos~  caracteres  controlados por genes simples (monogenicos). La selección  de mutantes con características  paronomasias deseables como tolerancia  a  la  sequía,  a  la  acidez  del  suelo  y  a  enfermedades fungosas y  bacterianas  ha sido mas difícil   debido a que estos  caracteres  están bajo  control  multigenico. 

Tiempo requerido  para  el  desarrollo  de nuevas variedades  mediante variación  somaclonal

Bibliografia
  1. http://www.mag.go.cr/congreso_agronomico_ix/A01-1277-69a.pdf



3.4 TECNICAS IN VITRO APLICADAS AL FITOMEJORAMIENTO


3.4.1 PRODUCCIÓN DE HAPLOIDES: CULTIVO DE ANTERAS Y ÓVULOS


Cultivo de anteras
Normalmente en la producción de haploides se trabaja con la antera en su totalidad, no con granos de polen en particular.  De una yema de flor se coge una antera antes de que se abra y se hace un cultivo; bien por embriogénesis u organogénesis.
Embriogénesis: se forman células (poliembriones).
Organogénesis: se forma una estructura de callo que puede venir o bien de tejidos de la antera (diploide), o bien del grano de polen (haploide).
Mediante esta técnica, las anteras inmaduras que contienen polen en una etapa específica de desarrollo se colocan en medios donde el polen inmaduro se divide para formar embriones o callos.  Transferidos estos a medios de regeneración, se forman plantas. En la mayoría de los casos se producen plantas haploides estériles, pero en algunas especies ocurre una duplicación espontanea de los cromosomas en las etapas de desarrollo del callo y regeneración de la planta.

Cultivo de óvulos
El cultivo de óvulos es una técnica que se ha empleado tradicionalmente para evitar barreras de incompatibilidad que dificultan algunos cruces inter e intraespecíficos, para eludir problemas de abscisión prematura del fruto, para la obtención de híbridos que presentan aborto del embrión en estadios tempranos del desarrollo, como vía alternativa a la androgénesis en la obtención de plantas haploides o como sistema experimental para el estudio de la respuesta in vitro de zigotos y proembriones.
 Los primeros intentos de aislar óvulos fecundados y cultivarlos en condiciones asépticas fueron llevados a cabo por White en 1932 con Antirrhinum majus; sin embargo, la técnica fue desarrollada y perfeccionada en el Departamento de Botánica de la Universidad de Delhi. Ya en 1960 Kanta desarrolló con éxito una técnica de polinización directa del ovario. Para ello, aisló un ovario inmaduro lo cultivó in vitro, lo perforó e introdujo en la cavidad ovarica polen sin germinar.

Kanta et al. (1962) intentaron llevar a cabo otras aproximaciones aislando directamente óvulos inmaduros para después polinizarlos in vitro y cultivarlos hasta la obtención de embriones maduros. Esta técnica, denominada test de fertilización o polinización ovular in vitro, se realizó por primera vez en Papaver somniferum y desde entonces ha sido aplicada satisfactoriamente a otras muchas especies. El cultivo de óvulos es un procedimiento complejo aconsejable sólo en los casos en los que sea estrictamente necesario, ya que el porcentaje de éxito es muy bajo y la manipulación del material es difícil. Esto se debe a que el óvulo es una estructura muy pequeña y delicada que requiere microcirugía para su aislamiento, resultando relativamente fácil dañarla. Además, al tratarse de un tejido altamente hidratado, no debe sufrir desecación durante su manipulación, que debe ser rápida y llevarse a cabo bajo una lupa estereoscópica provista de una fuente de luz fría. Es importante recordar que el aislamiento de los óvulos y del polen (en el caso de llevarse a cabo una polinización in vitro) debe hacerse en el estado fisiológico y morfológico correcto ya que de otra forma el proceso no tendría lugar. Por ello, debe hacerse un estudio de la duración de los distintos estadios del desarrollo de los órganos a aislar para saber cuándo se encuentran en el estadio adecuado para su cultivo.

El óvulo presenta una gran cantidad de requerimientos nutricionales, algunos no muy claros, que varían con el estadio del desarrollo del mismo y que es necesario poner a punto para cada especie a tratar. Hay que tener en cuenta que el medio no sólo debe ser satisfactorio para el desarrollo del óvulo sino también para otros procesos que como la germinación del polen, son necesarios para la fecundación y desarrollo del embrión. Todo ello complica aún más los requerimientos nutricionales y hace que se busquen, en la medida de lo posible, vías alternativas al cultivo de óvulos aislados.

                                                                    Cultivo de anteras   
                                                                   Cultivo de óvulos

Bibliografia
  • http://www.encuentros.uma.es/encuentros43/ovulos.html

3.3.7 APLICACIÓN AGRONÓMICA


Bibliografia

  1. http://www.google.com.mx/url?sa=t&rct=j&q=&esrc=s&source=web&cd=2&ved=0CDQQFjAB&url=http%3A%2F%2Ffiles.lasticdelfuturo.webnode.es%2F200000005-2cd272dcbd%2FEL-MICROINJERTO.pdf&ei=elWxUPLsLsP02gWn4YDICA&usg=AFQjCNHD4zehIL2xlFlHOU5spI9ToM7kVw&sig2=PMmDlcIxRcKYzjCrSinhBg

3.3.6 FACTORES QUE AYUDAN A INCREMENTAR LA POSIBILIDAD DE OBTENER PLANTAS LIBRES DE PATÓGENOS



Hay varios factores que influyen en la obtención de plantas sanas por cultivo o microinjerto de ápices caulinares in vitro.

El tipo de patógeno es muy importante. Las bacterias endógenas, fitoplasmas y micoplasmas son muy fáciles de eliminar, debido a que su gran tamaño relativo hace difícil que puedan infectar las células de los ápices. La eliminación de virus y viroides es más difícil, pero existe una gran variabilidad en los resultados. Algunos son muy fáciles de eliminar y prácticamente el 100% de las plantas obtenidas están sanas, pero otros son muy difíciles y sólo se eliminan de un pequeño porcentaje de las plantas obtenidas. Probablemente estas diferencias están relacionadas con la mayor o menor facilidad de estos patógenos de moverse de célula a célula en los tejidos del huésped. Este factor es también probablemente responsable de que un mismo patógeno sea más fácil de eliminar en unos clones que en otros de una misma especie.
Las c o n d i c i o n e s óptimas de cultivo que favorezcan la formación de brotes vigorosos favorecen la eliminación de patógenos. La temperatura de cultivo de las plantas es muy importante. El cultivo de las plantas infectadas a temperaturas altas dificulta la replicación y movimiento de los patógenos termosensibles, por lo que se facilita su eliminación. Temperaturas de 30-32∞C durante 2-3 semanas pueden ser suficientes para incrementar de forma muy importante la incidencia de eliminación de algunos patógenos, e incluso tratamientos de termoterapia seguidos de cultivo o microinjerto de ápices se utilizan rutinariamente en algunos programas.

El tamaño del ápice juega un papel importante en la eliminación de pató-genos. El aumento de tamaño incrementa el porcentaje de regeneración y de prendimiento, pero reduce la proporción de plantas sanas obtenidas. En consecuencia, es necesario en cada caso adoptar una solución de compromiso que permita obtener unos resultados aceptables en ambos parámetros El costo, el tiempo requerido y la dificultad de las técnicas de cultivo  in vitro y de diagnóstico de patógenos son los aspectos que deben considerarse para la decisión del tamaño de ápice a utilizar en los programas rutinarios. Por ejemplo, para el saneamiento de cítricos por microinjerto se recomienda la utilización de un ápice compuesto por el meristemo apical y tres primordios foliares, con una longitud de 0'1 a 0'2 mm. Con este tamaño se puede obtener alrededor de un 50% de prendimiento y más del 90% de eliminación de patógenos.

Bibliografia
  1. http://www.ivia.es/sdta/pdf/revista/citricos/17tema11.pdf

3.3.5 MICROINJERTO







Bibliografia
  1. http://www.google.com.mx/url?sa=t&rct=j&q=&esrc=s&source=web&cd=2&ved=0CDQQFjAB&url=http%3A%2F%2Ffiles.lasticdelfuturo.webnode.es%2F200000005-2cd272dcbd%2FEL-MICROINJERTO.pdf&ei=elWxUPLsLsP02gWn4YDICA&usg=AFQjCNHD4zehIL2xlFlHOU5spI9ToM7kVw&sig2=PMmDlcIxRcKYzjCrSinhBg


3.3.4 CULTIVO DE EMBRIONES


 El cultivo de embriones ha ayudado al mejoramiento genético de especies arbóreas por que acorta el periodo siembra-floración; los embriones cultivados in vitro no necesitan un periodo de latencia anterior a la germinación. Asimismo, ha sido efectico para acortar el ciclo de mejoramiento de Iris spp., por que acorta el periodo de latencia de las semillas que oscila entre unos pocos meses y varios años; esta latencia se debe a algunos inhibidores del crecimiento del embrión presentes en el endospermo y en la cubierta de la semilla. Por medio del cultivo de embriones, es posible acortar la latencia y producir plántulas para el trasplante a las 2 o 3 semanas.

FACTORES QUE AFECTA EL CULTIVO

ü  Medio de cultivo. Por ejemplo, la concentración optima de sacarosa para el crecimiento de embriones en forma de corazón es de 120 g/litro, los niveles altos de sacarosa previenen la germinación precoz y proveen una fuente de carbohidratos mejor que otros azucares.
ü  Osmolaridad. El medio de cultivo, que contiene una concentración alta de sacarosa, está ubicada en el centro del recipiente de cultivo y rodeada a su vez de otro medio que contiene una concentración más baja de sacarosa. Después de un tiempo, la osmolaridad en la parte central del recipiente de cultivo se reduce debido a la difusión de agua desde el medio que lo rodea.
ü  Reguladores del cremiento



3.3.3 CULTIVO DE ÁPICES MERISTEMATICOS


Los meristemos apicales tienen tres funciones básicas:  
*      Autoperpetuarse
*      Producir células somáticas (soma=cuerpo)
*      Establecer los patrones de desarrollo del órgano.

Un meristemo apical crece como un todo organizado, y las divisiones no son al azar, siguen un programa predeterminado que se relaciona con la forma externa del ápice y con la ordenación intrínseca del crecimiento.
Clasificación de Meristemos
MERISTEMAS APICALES O PRIMARIOS
Los meristemos apicales o primarios son los responsables de la formación del cuerpo primario de la planta. Se encuentran en los ápices de raíces y tallos, principales y laterales. En el tallo, el meristemo apical o cono vegetativo está protegido por los primordiod foliares que lo envuelven formando las yemas.
El meristemo primario de raíz presenta una particularidad: está protegido por la caliptra contra los daños mecánicos causados por el suelo. Por presentar este tejido, el meristemo del ápice radical suele llamarse  subapical. Además, las raíces laterales son  endógenas y se originan en zonas ya diferenciadas. otegido por los primordios foliares que lo envuelven formando las yemas.  


Bibliografia
  • http://www.biol.unlp.edu.ar/biologiavegetal/materialdidactico01-modulo4.pdf


3.3.2 CULTIVO DE MERISTEMOS APICALES







Bibliografia
  1. http://www.fagro.edu.uy/~fisveg/docencia/cursos%20posgrado%20y%20optativos/curso%20de%20micropropagacion/mateoricos/Cultivo%20de%20meristemas%202008.pdf 


3.3 PLANTAS LIBRES DE PATÓGENOS



Bibliografía
q http://tecnocienciaysalud.com/plantas-in-vitro
qwww.infoagro.com/documentos/cultivo_in_vitro_gerbera_gerbera_jamesonii_h_bolus__y_su_aclimatacion.asp
q http://www.inia.gob.pe/eventos/evento0683/
qhttp://www.ivia.es/nuevaweb/jornadas/citricos2008/Navarro-Jornadas%202008.pdf

3.2.4 APLICACIONES AGRONÓMICAS

Técnica para generar plantas in vitro o micropropagación

La propagación de plantas in vitro o micropropagación, es una técnica muy utilizada en cultivos de importancia económica. Los cultivos son realizados por personal especializado, con agentes específicos (hormonas, minerales, vitaminas, fuente de carbono, agente gelificante, agua, etc.) y en condiciones ambientales controladas (temperatura, humedad y luz). Los pasos son:
  • Elección de la planta original donante de explantos.
  • Obtención y desinfección de los explantos.
  • Adaptación de explantos al medio de cultivo.
  • Formación de raíces con el fin de convertir los brotes en plántulas completas
  • Aclimatación de las plántulas obtenidas in vitro a las condiciones medioambientales ex vitro (en suelo, por ejemplo).

Aplicaciones

  1. Permite obtener muchos individuos iguales en una pequeña superficie
  2. Controlar las condiciones ambientales
  3. Estudiar diversos procesos de las plantas
  4. Evita el riesgo de que proliferen agentes patógenos (se realiza en medios esterilizados).
  5. Constituye uno de los métodos que mayores logros ha aportado al desarrollo de la agricultura.
  6. Se aplica en la producción masiva de especies hortícolas, aromáticas, medicinales, frutícolas, ornamentales y forestales.
Bibliografia
  1. http://tecnocienciaysalud.com/plantas-in-vitro

3.2.3 RUTAS: ORGANOGÉNESIS Y EMBRIOGÉNESIS SOMÁTICA


ORGANOGENESIS

La organogénesis comprende el desarrollo de yemas o de meristemos radicales a partir de los explantes directamente o a partir de los callos. Una función primaria de la mitosis en la organogénesis es la formación de un número crítico de células en división activa; estas son capaces de responder a las señales de desarrollo.

Factores que afectan la organogénesis
*      Explante: (Ramas en floración, Pedúnculos florales, Embriones inmaduros, Meristemos, Epicotíleos, Yemas florales, Partes de rizomas, Bulbos, Óvulos, Hojas de coníferas, Tubérculos y Raíces).
*      Medio de cultivo




EMBRIOGENESIS SOMÁTICA

Como embriones somáticos, asexuales o adventicios se han definido los iniciados a partir de células que no son el producto de la fusión de gametos. Son estructuras bipolares con un eje radical-apical, y no poseen conexión vascular con el tejido materno; las estructuras bipolares deben ser también capaces de crecer y formar plantas normales.

Se necesita la presencia de una auxina para la iniciación de un callo embriogénico. Usualmente se emplea el 2,4-D, el cual aparentemente brinda el estimulo o inicia la inducción de la embriogénesis somática en el callo.
Hay por lo menos dos factores que pueden controlar la formación de centros organizados. Las células en división activa pueden estimular la división en las células adyacentes, y en grupo de células, que se dividen rápidamente, viene ser como un recipiente de nutrimentos o metabolitos de las células ubicadas junto a él, impidiendo que estas se dividan.

Factores que afectan la embriogénesis somática

1.- Explante
2.-  Medio de cultivo
3.-  Reguladores del medio ambiente
4.-  Condiciones del medio ambiente
5.- Otros factores

Bibliografia
  • Obtenido del libro de biotecnología que entrego el M.C Francisco Javier Puche al grupo VII semestre, ingeniería en agronomía 


3.2.2 TEJIDOS EMPLEADOS

Ø  Cultivo de raíces, hojas, tallos, cambium
Ø  Cultivo de anteras
Ø  Cultivo de meristemos
Ø  Cultivo de tubérculos
Ø  Cultivo de embriones
Ø  Cultivo de ápices
Ø  Cultivo de bulbos
Ø  Cultivo de rizomas
Ø  Cultivo de segmentos nodales
Ø  Cultivo de semillas

3.2.1 DESCRIPCIÓN E IMPORTANCIA


La micropropagación, consiste en producir plantas a partir de porciones muy pequeñas de ellas, de tejidos o células cultivadas asépticamente en un tubo de ensayo o en otro recipiente, donde se puedan controlar estrictamente las condiciones del ambiente y la nutrición (HARTMANN y KESTER, 1995). Estos sistemas de propagación requieren de instalaciones como laboratorios y personal adiestrado para la realización de las labores.


Dentro de las ventajas señaladas por MARGARA (1988), permite propagar un gran  número de especies difíciles de multiplicar, a menudo por los métodos clásicos puede realizarse con un nivel de proliferación elevado en un estado precoz de desarrollo, con frecuencia esta propagación in vitro se une a la lucha fitosanitaria, ya que las plantas obtenidas, son usualmente libres de virus, bacterias, hongos parásitos, y constituyen un material de calidad. 

Por su parte, BOUTHERIN y BRON (1994), señalan otras ventajas como mejorar la selección, ya que a partir de un individuo notable, se puede comercializar rápidamente un clon interesante, garantía de homogeneidad, además limita o suprime los pies madre y por consiguiente libera superficies de invernadero y permite la programación de cultivos a lo largo de todo el año, o la producción en períodos muy precisos, sin que el número de pies madre o su estado por reposo vegetativo tengan influencia y por último, la formación de un “banco de genes” que podrán conservar especies o cultivares que ofrezcan un interés agronómico, hortícola, industrial, ecológico, etc.


Bibliografia
  • http://www.itescam.edu.mx/principal/sylabus/fpdb/recursos/r73859.PDF

3.2 MICROPROPAGACIÓN


Bibliografia

  • Muñoz de Malajovich, M. A. (2006) Biotecnología. Editorial Universidad Nacional de Quilmes

martes, 20 de noviembre de 2012

3.1 GENERALIDADES


El término genérico “cultivo de tejidos vegetales” involucra a diferentes técnicas de cultivo de material vegetal diverso, incluyendo a los protoplastos  (células desprovistas de su pared celular),  células,  tejidos, órganos y plantas  completas. Mediante éstas  y otras técnicas de  cultivo, es posible obtener  plantas libres de microbios en un medio nutritivo aséptico (estéril) en condiciones ambientales controladas. También se lo conoce como “cultivo in vitro de plantas” por realizarse en recipientes de vidrio (hoy también de otros materiales).
Las primeras experiencias relacionadas con el cultivo de tejidos vegetales se remontan a 1902, pero recién en 1922 se logró el primer experimento exitoso: la germinación in vitro de semillas de orquídeas. Luego de la germinación, las plántulas obtenidas se transfirieron a un medio de cultivo en condiciones asépticas, y así se mantuvieron protegidas del ataque de patógenos (hongos, virus y bacterias). 
Hoy esta técnica tiene numerosas aplicaciones, algunas de ellas se ilustran en la Figura 1:
v  Propagación masiva de plantas, especialmente para especies de difícil propagación  por otros métodos, o en vías de extinción
v  Clonación de individuos de características agronómicas muy deseables durante todo el año
v  Obtención de plantas libres de virus
v  Producción de semillas sintéticas 
v  Conservación de germoplasma (conjunto de individuos que representan la variabilidad genética de una población vegetal)
v  Obtención de metabolitos secundarios
v  Producción de nuevos híbridos
v  Mejora genética de plantas (incluyendo obtención de plantas transgénicas)
v  Germinación de semillas. 
v  Producción de haploides.
v  Estudios fisiológicos diversos.  





UNIDAD 3 TÉCNICAS IN VITRO EN EL CULTIVO DE TEJIDOS VEGETALES