martes, 30 de octubre de 2012

2.3.7.4 MANEJO DEL MATERIAL TRANSPLANTADO


Manejo de las plantas después del transplante inicial

Con la utilización de métodos, como el de Sistema de Inmersión Temporal, ahora es posible producir un número muy grande de plantas, en períodos cortos de tiempo, por lo que existe la necesidad de generar metodologías de manejo que permitan recuperar y mantener las plantas en buenas condiciones hasta que son llevadas al campo.

Esta fase empieza a partir del momento en que las plantas, debidamente acondicionadas, son colocadas en la casa de malla. A partir de allí, los pasos sugeridos son los siguientes:

a.       Al octavo día de tener las plantas en la casa de malla se retira el amarre de la bolsa plástica, permitiendo a las plántulas que se vayan adaptando al micro ambiente de las instalaciones.

b.      Riego: Si las condiciones son normales y no hay marchites fisiológica, se hace el segundo riego de mantenimiento a los 10 ó 12 días después del transplante. Este segundo riego (10 cm3 por planta) va acompañado con una mezcla de fertilizante rico en fósforo para continuar estimulando el desarrollo de las raíces. Dependiendo de las condiciones micro-climáticas que se tienen en la casa de malla y del estado de turgencia de las plántulas, se puede programar uno o dos riegos diariamente.

c.       Riego automático en casa de malla: Cuando el número de plantas sobrepasa las 1.500, se justifica el riego por microaspersión, que debe estar controlado por un reloj y una válvula solenoide. Cuando se utiliza este sistema de riego se deben realizar inspecciones rigurosas para detectar cualquier problema fitopatológico.

d.      Fertilización: Cada ocho días se realiza la fertilización con un abono rico en fósforo, alternándolo con un fertilizante completo que contenga los elementos mayores y menores. Si se presentan síntomas puntuales de la deficiencia de un elemento se puede realizar una fertilización foliar con fertilizantes simples o completos.

e.       Segundo transplante: Cuando las plántulas tengan entre 45 y 60 días del primer transplante es necesario realizar un nuevo transplante a bolsas plásticas con una capacidad de 500 gramos de suelo, en el que se puede adicionar micorrizas, si se considera necesario, según los análisis del suelo en el que las plantas van a ser sembradas definitivamente.

 f.  Transplante al sitio definitivoEntre los 2 y 3 meses de permanecer en la casa de malla, las plantas están listas para ser llevadas al sitio definitivo. Durante este período es importante estar atento a deficiencias nutricionales o problemas de plagas y enfermedades.

BIBLIOGRAFIA
  • http://www.sian.info.ve/porcinos/eventos/clayuca0102/fenavi.htm


2.3.7.3 TRASPLANTE Y ADAPTACIÓN BAJO CONDICIONES DE INVERNADERO



La aclimatación es una etapa fundamental en un sistema de micropropagación porque dependen de ella la eficiencia del proceso y la calidad final de las plantas producidas in vitro (Agramonte Peñalver, Jiménez Terry, Dita Rodríguez. 1998). Estas plantas en comparación con las cultivadas tradicionalmente presentan un comportamiento diferente en condiciones de invernáculo o de campo. Es decir, sufren cambios morfológicos y fisiológicos que ocasionan  una pérdida importante de plantas en el momento de transplante. Por esta razón,  es necesaria  la aplicación de técnicas de adaptación al pasar de las condiciones in vitro a ex vitro.

La  aclimatación permitirá que la planta alcance un crecimiento autotrófico en ambientes de menor humedad relativa, con más luz y sustratos sépticos (Preece y Sutter.1991). Estas son las condiciones reinantes en invernadero y campo donde crecerán las plantas provenientes de cultivo in vitro.

La eficiencia del proceso de adaptación depende, entre otros factores, de la  elección del  sustrato y de la obtención de una relación adecuada entre los componentes de la mezcla, que asegure una buena supervivencia en el transplante. Dicho sustrato deberá permitir la formación de un pan de tierra con una buena estructura. Se trata de materiales sólidos  y porosos, de origen natural o sintético, que solos o en mezclas, permiten un crecimiento adecuado de las plantas en condiciones controladas (Abad,1989).

2.3.7.2 DESINFECCIÓN O ESTERILIZACIÓN DEL SUSTRATO



El sustrato a emplear debe estar preparado con 2:1:3 partes bien mezcladas de tierra agrícola, compost y arena; respectivamente. Con este sustrato llenamos bolsas de polietileno de 22 x 15 cm y 4 perforaciones en la base, las cuales, una vez llenas pesan aproximadamente 1.5-2 Kg midiendo 12 cm de alto por 12 cm de diámetro.
La desinfección del sustrato se lleva a cabo siguiendo los pasos a continuación:
ü  Se satura previamente el sustrato de las bolsas con agua limpia
ü  Se prepara la solución desinfección que contiene 75 ml de formol (al 40%) en 10 L de agua, cantidad que sirve para desinfectar 1 m2 de bolsas llenas de sustrato
ü  Se riega nuevamente el sustrato de las bolsas, pero esta vez con la solución de desinfección
ü  Se intenta tapar las bolsas con sustrato lo mas herméticamente posible con un plástico lo suficientemente grande para hacerlo, por un espacio de 2 días
ü  Finalizado estos 2 días de desinfección, se destapa las bolsas y se remueve el sustrato desinfectado, esperando 3 días como mínimo para sembrar, lográndose de esta manera que se volatice el formol aun presente en el sustrato
No debemos prolongar excesivamente la siembra de las plantas, ya que el sustrato puede perder el efecto de desinfección logrado.


BIBLIOGRAFIA
  • http://es.scribd.com/doc/56431634/38/C-1-PREPARACION-Y-DESINFECCION-DEL-SUSTRATO

2.3.7.1 TIPOS DE SUSTRATOS



Un aspecto importante a tener en cuenta lo constituye la elección del substrato, siendo el adecuado aquel que permita el normal crecimiento y desarrollo de las raíces. Se puede emplear: arena, perlita, turba, vermiculita,  o mezclas de ellos, teniendo la precaución de realizar una esterilización previa. Es conveniente  el agregado de fertilizantes, sea a través  del substrato (fertilizantes de liberación  controlada) o bien mediante el sistema de riego (fertilizantes solubles); empleándose  proporciones ricas en fósforo (N-P-K: 9-45-15) y potasio (N-P-K: 4-25-35) que favorecerán el  desarrollo radicular y la rustificación de las plantas.


BIBLIOGRAFIA
  • http://www.argenbio.org/adc/uploads/Libro_INTA_II/Parte_I.pdf


2.3.7 TRASPLANTE AL SUSTRATO

Cabe mencionar que el trasplante de una plántula in vitro a campo debe ser aclimatada, cuyo proceso regularmente dura entre 4 y 8 semanas, esto consiste en el endurecimiento y adaptación de la plántula al campo, lo cual debe ser de forma paulatina y secuencial.

1. Se controla la luz desde iniciando desde un 20% hasta llegar al 100%.

2. El sustrato de la plántula es regado con medio MS diluido, a una concentración al 25% en agua de riego durante las dos primeras semanas, en la etapa de adaptación a campo.

3. La humedad relativa se mantiene alta, a un 100% de forma natural, o bien haciendo uso de un sistema de riego con nebulizadores.

4. Normalmente las raíces de las plantas a trasplantar a campo le son cortadas las raíces para sembrarlas sin ellas, solo se le agrega enraizador en la parte inferior del tallo y listo.

BIBLIOGRAFIA
  • http://www.sian.info.ve/porcinos/eventos/clayuca0102/fenavi.htm

2.3.6.4 PREADAPTACIÓN Y TRASPLANTE


El éxito en el proceso de “endurecimiento” depende de muchos factores que deben manejarse en una forma integral, desde la recepción de las vitro-plantas hasta el transplante en el sitio definitivo.

a.- Recepción de vitro-plantas: En las condiciones en que se implementó el proyecto, las plantas generadas en el SIT fueron acondicionadas en frascos con un número de cinco plantas por frasco y transportadas en cajas con capacidad para 90 a 100 frascos, es decir, entre 450 a 500 plantas por caja. Cuando llegaron las cajas con los respectivos frascos se procedió a retirarlos rápidamente de las cajas y ubicarlos en forma separada en un lugar fresco y con iluminación adecuada. Esta es una oportunidad para realizar una preselección, eliminando frascos que están contaminados, quebrados o maltratados.

b.- Pre-adaptación de plántulas: En algunas ocasiones, el número de plantas recibidas de una sola vez fue muy alto y la capacidad disponible de mano de obra no permitió una manipulación rápida del material, debiendo permanecer varios días en las cajas. En estas condiciones se observó una tasa de mortalidad alta. Cuando esto sucede, se recomienda guardar los frascos en un lugar fresco y con luz adecuada, durante 1 ó 2 días. En este período se retira la cinta plástica que rodea la tapa de los frascos para aclimatar la plántula a las condiciones del lugar. Se aconseja que todo el proceso del transplante se inicie a partir de las 4:00 p.m., todos los días, con el fin de evitar la deshidratación de las plántulas, especialmente si el trabajo se realiza en una casa de malla.

c.- Substrato para el transplante: Los mejores resultados que se obtuvieron en el proyecto, en cuanto al sustrato a usar para el endurecimiento, fueron con la mezcla de 1 parte de suelo molido o zarandeado (capa arable no arcillosa) y tres partes de arena (arena gruesa lavada).

En todos los casos, el sustrato fue esterilizado a vapor para minimizar riesgos de presencia de hongos y nematodos del suelo. En caso de que no se cuente con el equipo de “esterilización” se puede depositar la arena en una caneca metálica que contenga agua y, posteriormente, someterla a calor. Respecto del suelo, se puede extender una delgada capa de suelo en un plástico, cubrirla con otro plástico negro en forma hermética y dejarla una semana expuesta al sol.

BIBLIOGRAFIA
  • http://www.sian.info.ve/porcinos/eventos/clayuca0102/fenavi.htm

2.3.6.3 ENRAIZAMIENTO





El enraizamiento puede realizarse tanto en condiciones in vitro como ex vitro. En el primer caso se transfieren los brotes obtenidos en la etapa anterior a un medio libre de reguladores de crecimiento o que sólo contenga auxinas. Esta operación se realiza en condiciones de esterilidad (en cabina de flujo). En el segundo caso los brotes se sumergen en una solución concentrada de auxinas y se transfieren a un sustrato limpio, no necesariamente estéril, que puede ser una mezcla de turba con perlita o vermiculita. Los brotes que se utilicen en el enraizamiento ex vitro deben ser vigorosos y poseer hojas bien desarrolladas, ya que las plantas deben realizar la fotosíntesis para obtener la energía necesaria para desarrollarse y formar las raíces. 

La inducción de estas raíces se produce modificando ligeramente las características del medio de cultivo adecuándolas para la generación de raíces. 

BIBLIOGRAFÍA 
  •  http://www.bonsai-flora.es/invitro.htm
  • Silvia Radice. 2010. En: Biotecnología y Mejoramiento Vegetal II, PDF Argenbio, INTA. pags.: 26-33

2.3.6.2 CRECIMIENTO DE YEMAS ADVENTICIAS



Multiplicación mediante yemas preexistentes


a) Tipos de explanto

La multiplicación por yemas preexistentes consiste en promover el máximo desarrollo de las yemas que contiene un explanto, por lo tanto debe realizarse mediante una organogénesis directa. Por la misma razón el tipo de explanto a utilizar estará limitado a cualquiera que contenga yemas preexistente: una yema apical de tallo o una sección nodal de tallo con uno o más nudos; también se considera la posibilidad de que el explanto sea un ápice de raíz, aunque este tipo de cultivos es muy infrecuente como sistema de micropropagación.

Este sistema es el más semejante al de la propagación convencional, ya que simplemente utiliza las yemas que ya existen, hace que se desarrollen como tallos y que posteriormente enraícen, dando así lugar a plantas completas. Las diferencias respecto a la propagación in vivo son simplemente el reducido tamaño del explanto, que a partir de un individuo permite obtener un número de explantos mucho más alto que de esquejes, el causar el desarrollo de un gran número de yemas, que en condiciones naturales estarían inactivas, y el facilitar el enraizamiento posterior de todas las plántulas, lo que para muchas especies en condiciones naturales es frecuentemente problemático.

b) Eficiencia del cultivo y metodología

El sistema para inducir la formación de yemas adventicias parte de un explanto con una o varias yemas, que mediante los reguladores adicionados al medio de cultivo (principalmente citoquininas, y una concentración mucho menor de auxinas si fueran requeridas) se desarrolla formando una rama, que a su vez se ramifica; cada una de las ramas nuevas también sufre un máximo de ramificación. En el momento de realizar un subcultivo se fragmenta el explanto en múltiples nuevos explantos, cada uno de los cuales tendrá una o varias yemas que volverán a ramificarse, y así en cada subcultivo. Al finalizar la fase de multiplicación se deberá aislar cada una de las plántulas y cambiarlas a un medio de cultivo en el que ya no se promueva la ramificación sino que se pase a la siguiente fase.



Los explantos suelen subcultivarse como media cada 4-6 semanas, y el número de subcultivos debe limitarse para evitar la aparición de mutaciones por acúmulo de citoquininas o por formación de microcallos que pasen inadvertidos. Una recomendación frecuente es restringir estos subcultivos a 4-5, si bien en función de la especie a micropropagar su número es muy variable.

Cultivos de secciones nodales de pepino (izquierda) y de vid (derecha)

La tasa de multiplicación mediante este procedimiento es logarítmica. El número de plántulas al final de la fase de multiplicación dependerá del número de explantos iniciales (a), del tiempo durante el que se prolongue esta fase de multiplicación y del número de subcultivos que se realicen (n), así como del número de nuevos explantos obtenidos en cada subcultivo (b). Suponiendo que no haya ningún tipo de pérdidas el número de plántulas finales obtenidas será a.bn. Si pusiéramos en cultivo sólo 10 explantos y se subcultivaran mensualmente durante 5 meses, de forma que cada uno de ellos diera lugar a 8 nuevos explantos, al final de esos 5 meses se tendrían más de 32000 plantas, y si se realizara un subcultivo más el número final de plantas superaría las 250000. En la práctica son conocidas algunas especies por su mayor o menor velocidad de multiplicación in vitro mediante este sistema:
Multiplicación rápida. La fresa: 10 explantos cada 2 semanas. Se obtienen fácilmente 10 millones de plantas en 3-4 meses.
Multiplicación lenta. El arándano: 3 nuevos explantos cada 6 semanas. Se obtienen unas 20000 plantas al año.
Multiplicación media. 5 explantos cada 4 semanas. Se obtienen unos 2 millones de plantas en 9 meses.

La forma de controlar al máximo la dominancia apical y promover la ramificación es mediante la aplicación de citoquininas, y si es necesario siempre aportando una determinada concentración menor de auxinas. En la práctica la principal diferencia entre la inducción de yemas adventicias y el incremento de la ramificación exilar es la dosis de citoquininas aportadas, que en este segundo caso es mas baja (por ejemplo una cantidad promedio es de 2 mg/l de Benciladenina)

La mayor limitación intrínseca a este sistema es el exceso de dominancia apical que puedan tener en algunos casos o especies los explantos. Cuando se produce esta dominancia apical cada vez que se produce una nueva rama su meristemo apical inhibe el desarrollo de las yemas inferiores, impidiendo así la ramificación a pesar del aporte de las citoquininas del medio de cultivo. En estos casos debe acudirse a procedimientos que eliminen la nueva dominancia apical cada vez que se produzca, tales como técnicas de “despunte”, “in vitro layering” (peral, Acer, Bétula), o incluso corte individualizado de cada una de las secciones nodales en cada ciclo de multiplicación.

c) Ventajas y desventajas de la multiplicación mediante yemas preexistente

La principal desventaja de este sistema respecto a los anteriores es su menor velocidad de multiplicación, lo que sin embargo no evita poder obtener un número muy elevado de plántulas, y suficientes en la mayoría de las ocasiones, en periodos de entre 6 y 12 meses de cultivo. La gran ventaja es su elevada estabilidad genética, ya que el sistema no altera el tipo de desarrollo del vegetal sino tan sólo promueve la ramificación; no obstante en algunos casos pueden desarrollarse algunos microcallos, que también pueden pasar inadvertidos y causar que al final de la micropropagación haya plantas con mutaciones. Otras limitaciones que se han presentado en algunas ocasiones son la detención del desarrollo de los explantos y la reducción de la longitud internodal de los tallos, lo que requeriría un aporte de giberelinas para facilitar los subcultivos y la obtención final de plántulas; el aporte de giberelinas dificulta el enraizamiento posterior de los explantos, por lo que debe hacerse con sumo cuidado.


BIBLIOGRAFIA
  • http://cv.udl.cat/cursos/76304/t7/t7.htm

2.3.6 CAMBIOS FISIOLÓGICOS DEL EXPLANTE (INCLUYE PUNTO 2.3.6.1)

2.3.6.1 FORMACIÓN DE CALLO


La característica general del crecimiento de callos, abarca una compleja relación entre el material usado para iniciar los callos, la composición del medio, y las condiciones experimentales durante el período de incubación. Algunos desarrollos de callos son fuertemente lignificados y duros en textura, los que no se pueden separar fácilmente en pequeños fragmentos. Por el contrario los callos frágiles se separan fácilmente y se los denomina cultivos friables, frágiles (“frieble cultures”). Los callos pueden ser amarillentos, blancos, verdes, o coloreados con antocianinas. La pigmentación será en todo el callo, o en algunas regiones sin pigmentar. Su anatomía, es de variación considerable a lo largo de la diferenciación celular.

Los primeros estudiosos asumieron que el cultivo de callos derivados de órganos que contienen clorofila, podrán ser autotróficos en su nutrición. Los callos con clorofila, de cualquier manera, son dependientes de azúcar exógeno para continuar creciendo, aún con adecuada intensidad de luz (Dodd  y Lorin, 1982). 

Después que el callo ha crecido asociado al tejido original por un tiempo, se vuelve necesario pasarlo a un medio fresco. El crecimiento en un mismo medio por un período extenso, provocará el agotamiento de nutrientes y una desecación gradual del agar por la pérdida del agua. Los metabolitos secretados por los callos, se pueden acumular en niveles tóxicos en el medio. La transferencia del fragmento del callo debe ser suficiente para asegurar el nuevo crecimiento en el medio fresco. Si el inóculo transferido es muy pequeño, va a exhibir una tasa de crecimiento muy baja, o no va a crecer. Algunos autores (Dodd  y Lorin, 1982) recomiendan que el inóculo debe tener 5-10 mm de diámetro y pesar 20-100 mg. Los repiques sucesivos se realizan cada 28 días en tubos de cultivo que tienen 30 cm3 de medio. El tiempo entre repiques es variable y depende de la tasa de crecimiento del callo.


BIBLIOGRAFIA
  • http://www.fca.uner.edu.ar/academicas/deptos/catedras/fisiologiaveg/m_didactico/manual_practicas/BDesarrolloED.pdf

2.3.5.4 HUMEDAD RELATIVA



La humedad relativa de la fase aérea es controlada por un sensor  ubicado por  encima de la tubería de riego. El sistema humidificador está compuesto por picos tipo  «fog» y es alimentado por una bomba de bajo caudal y alta presión. Con el propósito  de evitar el goteo que pudiese ocasionar el agua remanente en las cañerías, el  sistema consta de una válvula solenoide de descarga y desagüe. La fase gaseosa es renovada en forma intermitente mediante  el empleo de extractores ubicados en ambos extremos de la cámara  los que, conjuntamente,  introducen o extraen aire, generando un movimiento masal. 

La humedad relativa (HR), como medida de la cantidad de vapor de agua contenida en la atmósfera gaseosa, es otro de los parámetros físicos a tener en cuenta. La HR dependerá del sello o cobertura del envase empleado. Si este cierre es hermético, la humedad interior será del 100 %. Si en cambio existe la posibilidad de un intercambio gaseoso la humedad interna puede descender a niveles cercanos al 50 %. Este importante descenso de la HR puede promover una pérdida veloz de agua del medio de cultivo variando la concentración de sus compuestos hasta llegar a nivel.

BIBLIOGRAFIA 
  1. http://www.argenbio.org/adc/uploads/Libro_INTA_II/Parte_I.pdf

2.3.5.3 TEMPERATURA



Mediante el empleo de extractores y/o acondicionadores  de aire combinados con un sistema de niebla, es posible establecer la temperatura de  la fase gaseosa entre los 25 y 30 ºC durante la estación estival, mientras que en la época invernal es necesario, a veces, el empleo de mantas térmicas o serpentinas, sea de agua o aire caliente a nivel del substrato, para mantener la temperatura por encima de los  18-20 ºC.

La temperatura de incubación de los cultivos es un factor importante a tener en cuenta. Si bien en condiciones naturales las plantas experimentan diferencias térmicas durante el día y la noche, las temperaturas in vitro se mantienen casi estables. Es importante señalar que cuanto más se asemejen las condiciones in vitro a las óptimas de crecimiento de la especie estudiada, mayor será la respuesta obtenida. En cultivos de hojas de Streptocarpus x hybridus sometidos a diferentes temperaturas se observó que la regeneración mayor de brotes se producía a 12 ºC mientras que por encima de los 30 ºC, prácticamente no se observó diferenciación.

BIBLIOGRAFIA 
  • http://www.argenbio.org/adc/uploads/Libro_INTA_II/Parte_I.pdf

2.3.5.2 INTENSIDAD LUMÍNICA



Sin lugar a dudas, la opción más económica es el empleo de la luz natural, disminuyendo su irradiancia (20-50%) mediante el agregado de mallas de sombreado («saram»). No obstante, en aquellas latitudes donde el  nivel medio de luz natural es bajo y los días son cortos durante una parte considerable del año, la luz artificial puede ser aplicada como complemento de la luz natural. Las lámparas tubulares fluorescentes del tipo «luz  día» son empleadas en horticultura para prolongar el fotoperíodo.




Asimismo, las lámparas tubulares de sodio alta presión presentan  una distribución espectral de la energía adecuada para estimular fotosíntesis y se emplean para tal fin en una amplia variedad de cultivos.   La  luz suministrada a los cultivos debe ser evaluada en cuanto a la calidad, intensidad y período de suministro. La respuesta morfogé-nica de un explante puede variar según si se le proporciona luz o no. Para estimular la formación de callo, es común que se prefiera la oscuridad. El suministro de luz favorece la diferenciación de órganos.

BIBLIOGRAFIA 
  • http://www.argenbio.org/adc/uploads/Libro_INTA_II/Parte_I.pdf

2.3.5.1 FOTOPERIODO



Podemos definir el fotoperíodo como el conjunto de los procesos mediante los cuales muchos organismos y vegetales regulan sus funciones biológicas como puede ser el caso del crecimiento o la reproducción, utilizando como indicador la alternancia día-noche de los diversos días del año, donde encontramos días de larga duración y días de menor duración dependiendo de la estación del año y por lo tanto del ciclo del sol.

La alternancia de los ciclos de luz con los de oscuridad: El fotoperiodo: Algunos fenómenos propios del desarrollo de las plantas (germinación, floración, tuberización, etc.) pueden ser activados por el número de horas diarias de luz que recibe la planta.
De forma análoga, el número de horas de luz que recibe el explante cultivado in vitro puede afectar a su desarrollo. En general, el mejor fotoperiodo in vivo será también el mejor fotoperiodo in vitro.

Control del fotoperiodo

La regulación del fotoperiodo se consigue mediante un programador (analógico o digital) conectado al circuito de iluminación.
El programador del fotoperiodo puede estar relacionado con el programador de temperaturas, de forma que se puedan programar diferentes temperaturas según sea la fase del fotoperiodo en la que se halle el cultivo.

BIBLIOGRAFÍA

r bd.unsl.edu.ar/download.php?id=1032. PDF. "Cultivo in vitro de tejidos vegetales. Aplicaciones Biotecnológicas"

2.3.5 CONDICIONES DE INCUBACIÓN



A la hora del crecimiento bacteriano, existen una serie de factores que pueden modificar dicho desarrollo, para la cual debemos de utilizar unos parámetros correctos de incubación para que posteriormente permita realizar una buena identificación.



La incubación de los cultivos se debe llevar  a cabo en condiciones controladas. Por lo menos en lo que se refiere a temperatura,  calidad  e intensidad de luz, fotoperíodo, humedad atmosférica e higiene. Estas condiciones se logran con el empleo de cámaras climatizadas o cuartos especialmente preparados con aire 
acondicionado (frío-calor) y una buena y uniforme circulación de aire en el interior y dotados de un buen sistema de alarma para cortar la iluminación en caso de no funcionar el aire acondicionado. En general, los cultivos son incubados a temperatura constante de 25-28 ºC, con ciclo de luz/oscuridad de 16/8horas. La luz es  generalmente provista por lámparas fluorescentes del tipo «luz día» con una irradiancia de entre 50 y 200μmol m-2s-1. La humedad atmosférica debe ser elevada (80-  90%).


BIBLIOGRAFIA
  1. http://www.educa2.madrid.org/web/educamadrid/principal/files/0e8a6919-7eeb-423f-9fa8-b9c866aab3ff/Medios%20de%20cultivo.pdf 


2.3.4.3 SIEMBRA DE DIFERENTES MEDIOS: SÓLIDOS Y LÍQUIDOS



La siembra consiste en  disponer las bacterias que queremos estudiar en un medio de cultivo de una forma adecuada, La siembra  puede ser: Para aislamiento, para poder llevar a término el estudio de un microorganismo es  condición necesaria aislarle del resto de microorganismos acompañantes. Otras  técnicas, son pruebas que no permiten  aislamento, en estecaso se pueden utilizar tantos medios sólidos como líquidos.

SIEMBRA EN TUBO EN MEDIO LÍQUIDO

Se puede realizar atendiendo al instrumento con que  siembre, bien  asa de siembra, pipeta o hisopo. Asa de siembra, los tubos, del que se ha va a sembrar y el que contiene el medio, se toman con la mano izquierda, colocando las bocas  a la misma altura. Con la mano derecha se toma el asa de  siembra, se esteriliza en la llama en posición vertical hasta que se ponga  incandascente. Se destapan los tubos, tomando  se esterilizan  las bocas de los tubos pasándolos por la llama, se introduce  el asa en el material  y se introduce en el  medio de cultivo hasta el borde de líquido.  Por último se  esteriliza el asa y  el  tubo se agita para una buena homogenización del inóculo.
Tubo, se puede utilizar cualquier pipeta, pero generalmente se  utiliza la pipeta PASTEUR, se utiliza la técnica expuesta anteriormente, pero esta vez el inóculo el liquido. Hisopo, el hisopo o  torunda debe de ser estéril y viene protegido dentro de un tubo de plástico.

SIEMBRA EN TUBO EN MEDIO SÓLIDO

Atendiendo al tipo de medio sólido, nos podemos encontrar que sean en tubo, placa PETRI

TUBO.
El agar tiene que estar en  posicion inclinada, dejando una lengüeta en la parte superior y en la parte inferior una parte  más ancha.  Se pueden realizar dos técnicas, por estría y picadura.

BIBLIOGRAFIA
  • http://www.educa2.madrid.org/web/educamadrid/principal/files/0e8a6919-7eeb-423f-9fa8-b9c866aab3ff/Medios%20de%20cultivo.pdf

2.3.4.2 DISECCIÓN DEL EXPLANTE


El procedimiento de la disección del explante comienza

1.-  Cosecha de los brotes (1-2 cm de longitud) de las raíces de almacenamiento o retoños o de los brotes establecidos. Es esencial contar con material limpio para la siembra. Las plantas patrón deberán mantenerse en la cámara de crecimiento y se someterán periódicamente a medidas de control de plagas.

2.- Colocar las puntas de brotes cortadas sobre papel filtro humedecido o sobre toallas de papel, para evitar su deshidratación.

3.- Quitar todas las hojas de las puntas a excepción de las más pequeñas.

4.- Esterilizar superficialmente las puntas de brotes mediante inmersión en una solución que contenga 5 % (v/v) de blanqueador comercial (aproximadamente 0.525% de hipoclorito de sodio) y dos gotas/100 ml de Tween-20, durante 10-15 minutos.

5.- En ambiente a séptico, enjuague las puntas de los brotes tres veces en agua destilada estéril.

6.- Trasladar las puntas de los brotes a una caja de petri forrada con papel filtro humedecido.

7.- En una campana de flujo laminar o en otro ambiente estéril y adecuado, y con ayuda de un microscopio de disección, recortar las hojas jóvenes restantes doblándolas hacia atrás y alejándolas del tallo. Durante este paso del procedimiento de aislamiento del explante, el ápice del brote se toma con un par de pinzas de punta fina mientras que las hojas se cortan con un bisturí.

8.- Remover cuidadosamente el primordial foliar así: bordee la cúpula meristematica mientras los raspas con el lado cortante del bisturí, hasta que solo quede la cúpula meristematica.

9.- Utilizando el bisturí, levantar el meristemo separándole de los tejidos subyacentes y colocar inmediatamente en el medio de cultivo.


BIBLIOGRAFIA
  • http://webapp.ciat.cgiar.org/biotechnology/cultivo_tejidos/capitulo18_parte2.pdf


2.3.4.1 DESINFECCIÓN DEL EXPLANTE



a) Desinfección sucesiva de los explantes con alcohol 70 % (1 min) y solución de hipoclorito de sodio (base comercial 5.5 %) al 15 % (10 min), e implantación en medio de Murashige y Skoog (2, 5).

b) Desinfección similar a la anterior e implantación en medio de Murashige y Skoog (5) suplementado con cloranfenicol (30 µg.mL-1 de medio de cultivo)

c) Sumersión previa de los explantes en solución de cloranfenicol (2.5 mg.mL-1) durante cuatro horas, desinfección como se ha descrito e implantación en medio de Murashige y Skoog (5)

d) Sumersión previa de los explantes en solución de cloranfenicol (2.5 mg.mL-1) durante cuatro horas, desinfección como se ha descrito e implantación en medio de Murashige y Skoog (5) suplementado con cloranfenicol (30 µg.mL-1  de medio de cultivo).

BIBLIOGRAFIA
  • http://redalyc.uaemex.mx/redalyc/pdf/1932/193215916011.pdf

lunes, 29 de octubre de 2012

2.3.4 SIEMBRA DEL EXPLANTE


Una vez seleccionado el mejor explante se requiere desinfectarlo superficialmente para que en el medio de cultivo no crezcan microrganismos (hongos, bacterias) que compitan con el explante. Para esta desinfección se han empleado diferentes compuestos, siendo los mas comunes el las soluciones de hipoclorito de sodio y calcio, el peróxido de hidrogeno, el nitrato de planta, el cloro comercial, el alcohol a diferentes porcentajes, y otros. La selección y concentración del desinfectante y el tiempo de desinfección se determinan en gran medida por las características del explante; en la práctica se establecen principalmente por ensayo y error. 


Después de desinfectar el explante se siembra en el medio de cultivo con ayuda las pinzas procurando no introducir la mano al frasco y que la yema quede hacia arriba, después de esto se cierra y se sella el frasco. 

El explante debe responder eficientemente bajo condiciones in vitro. Es importante considerar el hecho de que el aislamiento de un tejido u órgano del resto de la planta provoca un estado de estrés que altera su metabolismo celular y en forma importante su balance hormonal. Un buen explante es aquella cuyas células sobreviven en una alta porción, a la descomposición antes señalada, y que luego responde eficientemente a las condiciones in vitro.


BIBLIOGRAFIA
  1. http://exa.unne.edu.ar/biologia/fisiologia.vegetal/Manual%20c%20in%20v.pdf

2.3.3.3 TAMAÑO DEL EXPLANTE


TAMAÑO DEL EXPLANTE

TAMAÑO. En general, cuanto más grande sea el explante mayores serán las posibilidades de inducir la proliferación de callos o la regeneración directa de órganos. Sin embargo, a mayor tamaño de explante también son mayores las probabilidades de que los cultivos se contaminen con microorganismos. También es necesario tener en cuenta que existe un tamaño mínimo del explante, que depende de la especie y del material vegetal, por debajo del cual no es fácil lograr el establecimiento de los cultivos. Los explantes muy pequeños suelen requerir del empleo de medios más complejos o de los denominados medios acondicionados.

Ejemplo del tamaño de un explante

BIBLIOGRAFIA
  • http://exa.unne.edu.ar/biologia/fisiologia.vegetal/Manual%20c%20in%20v.pdf

2.3.3.2 POSICIÓN DEL EXPLANTE EN LA PLANTA


POSICIÓN DEL EXPLANTE EN LA PLANTA

·         Posición del explanto sobre la planta.- En algunas planta cualquier segmento de un órgano cualquiera tienen aproximadamente la misma capacidad regenerativa. Si existen diferencias, pueden ser explicadas generalmente por el hecho de que en la hoja (o tallo), hay tejidos de diferentes edades. Por otro lado, también se han encontrado grandes diferencias, según las zonas, en capacidad de regeneración de algunos órganos.
BIBLIOGRAFIA
  1. http://exa.unne.edu.ar/biologia/fisiologia.vegetal/Manual%20c%20in%20v.pdf 

2.3.3.1 TIPO DE EXPLANTE



Forma de Crecimiento Organizada. Se refiere al cultivo de explantes diferenciados (especializados) que continúan su crecimiento  in vitro, manteniendo su estructura normal durante el tiempo de cultivo. Evidentemente, los explantes que presentan esta forma de crecimiento son los órganos (primordios de frutos, yemas vegetativas, yemas florales, raíces, primordios foliares, etc.), no obstante, cualquier otro tejido (como un fragmento de pétalo) puede dar origen a una forma organizada, como un embrión. 
Forma de Crecimiento Desorganizada. Como su nombre lo señala, los tejidos que exhiben esta forma de crecimiento  in vitro no tienen una estructura definida, son amorfos (de aspecto tumoral) y agrupan a células de muchos tipos (alargadas, redondas, isodiamétricas) y tamaños. Los callos celulares muestran crecimiento desorganizado, cuyas células no están bien adheridas entre sí, por lo que muchas veces pueden disgregarse, es decir, presentan friabilidad. Los callos pueden surgir a partir de cualquier tipo de explante, sobre todo cuando se exponen a altas concentraciones de hormonas del tipo auxínico. En muy pocos casos se presenta en la naturaleza el crecimiento desorganizado, pero algunas veces es causado por el proceso de cicatrización de heridas o por enfermedades como la agalla de la corona, cuyo agente etiológico es la bacteria Agrobacterium tumefaciens.

CULTIVO DE ÓRGANOS.

Existen esencialmente dos tipos de órganos en las plantas: aquellos que tienen un  alto grado de especialización y los que modifican su forma y funciones conforme crecen y se desarrollan. Al fenómeno que establece la adquisición de especialización se le llama determinación, el cual se basa en la expresión diferencial de genes. Todas  las células  de una planta poseen la misma carga genética (nuclear, mitocondrial y de plastos), de la cual sólo una parte se expresa constantemente (genes constitutivos que producen proteínas constitutivas o enzimas del metabolismo primario, por ejemplo, la hexoquinasa de la glucólisis); sin embargo, otra parte del genoma se expresa sólo bajo la influencia de ciertos estímulos ambientales. Entendidos éstos no sólo como las condiciones externas a la planta (que ciertamente están involucradas, p. ej. cantidad y calidad de luz, humedad, temperatura, patógenos, plagas, etc.), sino también los que están presentes en el microambiente inmediato a la  célula, como las sustancias  producidas por las células vecinas y aún por las más lejanas, las cuales muchas veces  son inductores o represores génicos. Existe pues una interacción intrincada ambientegenoma, bastante –pero no suficientemente- entendida a la fecha. En síntesis, conforme el número celular se incrementa, la interrelación se complica, se van formando tejidos y órganos con patrones de expresión diferenciados unos de otros, es decir, los tejidos y sus células se van diferenciando (adquiriendo una función puntual) o determinando. De este modo, los tejidos tienen encendidos o apagados ciertos programas genéticos (grupos de genes). El resultado es que las proteínas no constitutivas o las enzimas del metabolismo secundario – y por lo  tanto sus metabolitos- se producen sólo en  ciertos tejidos de la planta (p. ej. la enzima ribulosa bifosfato carboxilasa oxigenasa se produce sólo en las hojas y partes fotosintéticas de la planta) o sólo en ciertos momentos del ciclo de vida del vegetal. Por supuesto, existen genes que no se expresan nunca. La determinación es responsable de la diversidad fenotípica de los seres vivos.

Cuando se cultivan órganos in vitro, se debe tener en cuenta el grado de determinación del explante, ya que de esto dependerá el crecimiento y desarrollo exhibidos durante el  período de cultivo. 

Órganos determinados. Son ejemplos de éstos los frutos, las flores, las hojas; siempre que se utilice como explante los primordios de ellos, crecerán y se desarrollarán hasta formar órganos típicos, lo cual se debe a que la determinación es un fenómeno epigenético, es decir, que hereda de célula a célula la expresión de los programas genéticos y esto se mantiene durante períodos prolongados de tiempo aún cuando se modifiquen las condiciones de cultivo. En este sentido, contrasta con los fenómenos fisiológicos, que se suprimen al cambiar las condiciones ambientales. 
• Órganos indeterminados. Son ejemplos de éstos los ápices del tallo y ramas, yemas axilares y puntas de raíces; los tres primeros crecerán hasta dar origen a un nuevo tallo completo con hojas y sus propias yemas, y mientras el espacio y los nutrimentos los permitan continuarán su crecimiento de manera indefinida. Igualmente, las raíces se alargarán y producirán raíces secundarias y pelos absorbentes. Cabe aclarar que estos órganos son indeterminados (o más precisamente, poco determinados) desde la planta  in situ, por lo que el crecimiento mostrado no es producto del cultivo in vitro.

CULTIVO DE EMBRIONES.

Se utiliza esta técnica cuando se mantienen en cultivo embriones o embriodes hasta  que alcanzan el estado de plántula, es decir, cuando se ha diferenciado por completo la  primera hoja y desarrollado el sistema radical. Existen en cultivo de tejidos tres tipos de embriones: aquellos provenientes de la semilla sexual, los que son producto de la apomixis, y los obtenidos por embriogénesis somática. En los dos primeros casos se pueden aislar (extraer) los embriones de las semillas o bien se puede cultivar la semilla entera, en cuyo caso se nombra germinación  in vitro. Por su parte, los embriones somáticos se originan directamente de un explante o a partir de un callo celular y no están acompañados de cotiledones ni el resto de la semilla.

CULTIVO DE CÉLULAS EN SUSPENSIÓN.

Derivado de los callos celulares está el cultivo de  células en suspensión, el cual se realiza en medio líquido utilizando como inóculo un callo celular, aunque en algunos casos específicos es posible obtener una suspensión de células a partir de un explante recién extraído de la planta. La utilidad más grande de este tipo de cultivo es la producción de metabolitos secundarios importantes,  por ejemplo: fármacos, colorantes, aromas, etc.

CULTIVO DE CÉLULAS INDIVIDUALES.

Es posible cultivar células aisladas por completo del tejido de origen y tener un crecimiento parecido al de las colonias microbianas (aunque con una velocidad de reproducción muchas veces menor). Se utiliza este tipo de cultivo cuando se desean lograr líneas celulares clonales o cepas celulares vegetales, las cuales tendrán un grado de pureza muy alto. Otra utilidad es la obtención de protoplastos (células sin la pared celular), para hacer fusión de protoplastos entre distintas especies con el fin de mejorar genéticamente a un cultivo.

CULTIVO DE CALLOS.

Un callo celular es una masa amorfa de células que  puede tener una variedad de colores, aspectos y grado de compactación, entre otras características, sus células están en constante mitosis y no tienen mucha diferenciación.

BIBLIOGRAFIA 
  • http://exa.unne.edu.ar/biologia/fisiologia.vegetal/Manual%20c%20in%20v.pdf

2.3.3 EXPLANTE


El explante.

El concepto de explante se refiere a cualquier parte vegetal que ha sido separada de la planta, que puede ser un tejido (fragmentos de hojas, tallos, raíces, pétalos, etc.), un órgano (semillas, anteras, ovarios, botones florales, hojas y raíces completas, etc.), estructuras como las anteras y los ovarios, o bien células individuales (como en el caso de los protoplastos). Con excepción de los óvulos y el polen, los explantes están constituidos por tejidos y/o células somáticos.


BIBLIOGRAFIA

  • www.lamolina.edu.pe/agronomia/dhorticultura/html/.../cperez.doc

2.3.2.5 EDAD DEL ORGÁNO O TEJIDO VEGETAL

EDAD DEL ORGÁNO O TEJIDO VEGETAL

EDAD FISIOLÓGICA. 
Este es un aspecto de gran influencia en la morfogénesis. Como regla general se puede  decir que cuando más joven e indiferenciado se encuentre el explante a cultivar, mejor será su respuesta in vitro. Es por ello que los meristemas apicales y axilares son ampliamente usados en numerosas especies. En el caso de la micropropagación de plantas leñosas, la edad del explante es un factor crítico. Si los tejidos son jóvenes, la micropropagación  tiene mayores posibilidades de ser exitosa que con tejidos maduros. Este hecho genera la necesidad de realizar tratamientos de rejuvenecimiento de las plantas dadoras de explantes.

BIBLIOGRAFIA
  1. http://www.biblioteca.org.ar/libros/150405.pdf

2.3.2.4 CONDICIONES DE CRECIMIENTO DE LA PLANTA





 Bibliografía
  • http://es.scribd.com/doc/16584088/Tecnicas-de-cultivo-in-vitro-de-plantas

2.3.2.3 EDAD DE LA PLANTA


 EDAD DE LA PLANTA

·         Edad y estado de desarrollo de la planta.- En la mayoría de los casos, la formación de raíces se induce mucho más fácilmente en plantas juveniles que en plantas adultas.  Los vástagos regeneran más fácilmente cuando se toman de la parte basal de un árbol, debido a que esta zona es la que posee el carácter juvenil. La capacidad regenerativa de los cotiledones es generalmente mucho más elevada que la de las hojas que se pueden formar mas tarde. El primer par de hojas de un vástago rejuvenecido es capaz de regenerar más rápidamente que las hojas subsiguientes.

BIBLIOGRAFIA
  • http://www.biblioteca.org.ar/libros/150405.pdf

2.3.2.2 FITOSANIDAD


FITOSANIDAD

Obtención de plantas con sanidad controlada. Es muy común la utilización del cultivo de tejidos para la obtención de plantas libres de virus. El explante ideal para ello es el meristema (dependiendo de la especie, de 0,2-0,5mm de longitud) consistente del domo y de un par de primordios foliares.

Para evitar y/o minimizar las contaminaciones de los cultivos con microorganismos es necesario:

1)    Conocer el material vegetal con que se trabaja y los posibles contaminantes especí- ficos.

2) Realizar una adecuada preparación de la planta dadora de explantes, cultivándola preferentemente en invernaderos tratadas con productos químicos que eliminen patógenos y eventuales microorganismos endófitos.

3) Proceder a la desinfección superficial de los explantes mediante el uso de compuestos químicos con el objeto de eliminar los microorganismos con el menor daño posible para el explante. Si bien no es posible recomendar un procedimiento general, se puede señalar que el procedimiento más popularizado consiste en una doble desinfección mediante la inmersión de los explantes en etanol (70%v/v) durante 20-60 segundos seguido de hipoclorito de sodio 1 -3%, contenido en el agua de lavandina comercial, durante 3 a 30 minutos, dependiendo de la naturaleza del explante. Algunos procedimientos se basan en el empleo de únicamente etanol o de hipoclorito de sodio. Finalmente, es necesario eliminar los restos de estos productos mediante varios lavados con agua destilada estéril.

BIBLIOGRAFIA
  1. http://www.biblioteca.org.ar/libros/150405.pdf

2.3.2.1 GENOTIPO



• Obtención de híbridos interespecí-ficos. Una de las primeras aplicaciones del cultivo de tejidos en la agricultura lo constituyó su empleo como ayuda para la obtención de híbridos derivados de cruzamientos interespecíficos, donde se produce el aborto temprano de embriones. En estos casos, el explante cultivado es el embrión cigótico en estadios tempranos de su desarrollo. Con la misma finalidad también se utilizan ovarios u óvulos fecundados.
• Obtención de plantas de semillas con embriones rudimentarios. Para esta finalidad los explantes pueden ser semillas (por ej. orquídeas) o bien, se aíslan los embriones en un estado temprano de desarrollo («corazón») como en el caso de yerba mate o de algunas variedades de duraznero.

• Obtención de plantas haploides (considerando como haploide a un esporofito que contiene el complemento gamético de cromosomas). En este caso, los explantes más utilizados son las anteras, aunque también pueden emplearse microsporas aisladas, óvulos y ovarios no fertilizados.
• Inducción de variación somaclonal. En este caso se pueden utilizar varios explantes, pero si la finalidad de su utilización es la aplicación en planes de mejoramiento genético de plantas, los explantes utilizados deben posibilitar la regeneración de plantas enteras.

BIBLIOGRAFIA
  • http://www.biblioteca.org.ar/libros/150405.pdf

2.3.2 SELECCIÓN DE PLANTAS MADRES


SELECCIÓN DE PLANTAS MADRES

Las plantas madres son aquellas de las cuales se obtienen material vegetativo para ser empleado en la siembra. Pueden ser plantas en producción de pimienta en parcelas de agricultores o plantas preparadas exclusivamente para producir dicho material.

BIBLIOGRAFIA
  1. http://www.biblioteca.org.ar/libros/150405.pdf


2.3 ESTABLECIMIENTO DEL CULTIVO DE TEJIDOS (INCLUYE LOS SUBTEMAS DE ESTE PUNTO)


2.3.1 ESTABLECIMIENTO DEL CULTIVO DE TEJIDOS

El cultivo in vitro consiste en tomar una porción de una planta (a la que se denominará explanto, como por ej. el ápice, una hoja o segmento de ella, segmento de tallo, meristema, embrión, nudo, semilla, antera, etc.) y colocarla en un medio  nutritivo estéril (usualmente gelificado, semisólido) donde se regenerarán una o muchas plantas. 
La formulación del medio cambia  según  se quiera obtener  un  tejido des diferenciado (callo), crecer yemas y raíces, u obtener embriones somáticos para producir semillas artificiales.
El éxito en la propagación de una planta dependerá de la posibilidad de expresión de la potencialidad celular total, es decir,  que algunas  células  recuperen su  condición meristemática. A tal fin, debe inducirse primero la des diferenciación y luego la  rediferenciación  celular. Un proceso de este tipo sucede durante la formación de las raíces adventicias en el enraizamiento de estacas, la formación de yemas adventicias, o cuando se busca la propagación de begonias, violeta africana (ver figura 1) opeperonias mediante porciones de hojas. Uno de los factores más importantes a tener en cuenta para lograr la respuesta morfogenética deseada es la composición del medio de cultivo. 

PASOS NECESARIOS PARA GENERAR PLANTAS A PARTIR DE EXPLANTOS AISLADOS (Incluye los puntos 2.3.1.1 - 2.3.1.2 - 2.3.1.3 - 2.3.1.4)
En los protocolos  utilizados durante el  cultivo  in vitro se pueden distinguir las siguientes  etapas  (sintetizadas en la Figura 3): 
2.3.1.0 ELECCIÓN de la planta y/o tejido donante de explantos.
Características:
1.- Sanidad
2.- Que sean plantas herbáceas
3.- Edad del explante
4.- Genotipo
5.- Época del año
6.- Edad de la planta
7.- Efecto posición y competencia
2.3.1.1 ESTABLECIMIENTO, que consiste en la desinfección de los explantos (generalmente con hipoclorito de sodio) y su posterior  adaptación al medio artificial de  modo de inducir callo, brote, raíz o embrión somático según se desee. 
2.3.1.2 MULTIPLICACIÓN, para generar una masa vegetal suficiente para la regeneración del número de  plantas necesarias.
2.3.1.3 ENRAIZAMIENTO,  en la  que se busca la formación  de  raíces con el fin de convertir los brotes  o embriones somáticos en plántulas completas.
2.3.1.4 RUSTICACIÓN, que es la aclimatación de las plántulas obtenidas in vitro a las  condiciones ambientales ex vitro (suelo o algún sustrato inerte).


El éxito de la técnica depende de muchos factores, entre ellos la edad de la planta (a mayor edad,  menor potencial de regeneración), el genotipo y las condiciones ambientales. Entre las ventajas del cultivo in vitro de material vegetal, se pueden incluir los tiempos más cortos, y la posibilidad de ocupar un espacio mucho más pequeño que si se desea propagar material en tierra.  

BIBLIOGRAFIA:

  • http://www.argenbio.org/adc/uploads/pdf/Cultivos%20celulares%20II%20Euge.pdf

viernes, 19 de octubre de 2012

(RESUMEN PREMIO NOBEL)John B. Gurdon y Shinya Yamanaka premio Nobel de Medicina por estudios con células madre


John B. Gurdon y Shinya Yamanaka premio Nobel de Medicina por estudios con células madre


  •         Por sus trabajos con células pluripotentes en medicina regenerativa
  •         Están considerados como los "padres" de la reprogramación celular

Todos partimos de una única célula, el resultado de unir un óvulo y un espermatozoide. Está única célula se va multiplicando y generando células inmaduras que tienen la capacidad de producir todas las distintas células de un organismo, desde neuronas hasta las células de los huesos o la piel. Estas células inmaduras se llaman células madre pluripotenciales. Los trabajos de John B. Gurdon y Shinya Yamanaka demostraron que la dirección opuesta también era posible: las células adultas pueden reprogramarse para convertirse en células inmaduras capaces de generar células de cualquier tejido.


Estos descubrimientos suponen que podemos generar todo tipo de células a partir no solo de células madre embrionarias sino de células maduras. Estas células ayudan a comprender el mecanismo de desarrollo y ofrecen la oportunidad de nuevas terapias médicas.  
http://www.taringa.net/posts/ciencia-educacion/15733040/Premio-Nobel-de-Medicina-2012.html

(OPINION PROPIA)

El trabajo realizado por los científicos demuestra que se pueden usar células maduras para reprogramarlas y poderlas utilizar para terapias de regeneración a nivel interior (tejidos, órganos, etc.).
Este descubrimiento como anteriormente se comento tiene gran trascendencia para la medicina, debido a su gran impacto en la regeneración celular, y todo gracias a que se pueden reprogramar las células especializadas y moldearlas para que puedan formar parte del organismo pero en diferente elongación, como por ejemplo los órganos dañados de un individuo, para curar problemas de (Halds haimer) y regenerar mayor neuronas. Gracias a este método se evitaran problemas éticos en la sociedad por la utilización de células madres a partir de los embriones y facilita a la medicina progresar rápidamente en el futuro.

  •  Extra

ANTECEDES DE LOS PROYECTOS DE JOHN B. GURDON (1962) Y SHINYA TAMANAKA (2006)

John B. Gurdon en 1962 realizó un experimento determinante. Supuso con razón que en el genoma de una célula adulta sigue existiendo la información para convertirse en cualquier célula. Reemplazó el núcleo del huevo de una rana con el núcleo de una célula del intestino, ya madura. El huevo se desarrolló normalmente y produjo una rana normal. El núcleo de la célula adulta no había perdido la capacidad de generar todo tipo de células y había sido reprogramado al insertarse en un huevo. 

En 2006 Shinya Yamanaka, más de 40 años después realizó otro experimento trascendental. Trató de averiguar qué genes hacían que las células madre permanecieran inmaduras. Después de varios intentos encontró que solo 4 genes lo conseguían. Tomaron células del tejido conectivo, fibroblastos, e introdujeron en ellas los genes hallados. Al hacerlo habían reprogramado el fibroblasto maduro en una célula madre pluripotencial inducida. Ahora esta célula podía generar todo tipo de células como neuronas u otros fibroblastos. Una de las ventajas fundamentales de este trabajo es que no es necesario recurrir a embriones para lograr células madre, algo que plantea problemas éticos en determinados ámbitos. 

Bibliografía
  • http://aipuchile.wordpress.com/2012/10/08/premio-nobel-en-fisiologia-o-medicina-2012-por-el-descubrimiento-que-las-celulas-maduras-pueden-ser-reprogramadas-para-convertirse-en-pluripotenciales/